QuEChERS – metoda wielopozostałościowa (cz. II)

30.11.2016

Dodaj do:
Autor: 
Leszek Ruchomski*
Zdjecie artykułu: 
rys

 

Zastosowania

 

 

 

Wstęp

Metoda QuEChERS stanowi szybką, prostą, tanią, efektowaną, elastyczną oraz bezpieczną procedurę przygotowania próbek do analizy. Początkowo opracowana do oznaczania środków ochrony roślin w próbkach żywności. Od opublikowania w 2003 roku [1] cieszy się zainteresowaniem wielu badaczy o czym świadczą publikowane modyfikacje. Początkowo rozszerzana celem oznaczania pestycydów w przetworzonej żywności: soki, wina, przetwory owocowe. Obecnie znajduje zastosowanie w oznaczaniu różnych klas związków chemicznych w różnorodnych matrycach. Niniejszy artykuł stanowi krótki przegląd opracowanych zastosowań metody QuEChERS.

 

Oznaczanie PBDE

            Polibromowane etery difenylowe (PBDE) stanowią dodatki do polimerów, które zmniejszają właściwości palne otrzymanych tworzyw sztucznych. Stosowane od lat sześćdziesiątych ubiegłego wieku [2]. Pierwsze badania określające zawartość PBDE w próbkach biologicznych pochodzą z 1981 roku i dotyczyły tkanek ryb [3]. W opinii naukowców kongenery PBDE zawierające od 4 do 6 atomów bromu w cząsteczce w pozycji 2,2’,4,4’ (rys. 1) są kancerogenami o właściwościach substancji endokrynnie czynnych, działaniu neurotoksyczym i immunotoksycznym. Podkreślana jest zależność pomiędzy występowaniem tych związków oraz chorobami cywilizacyjnymi, takimi jak: nowotwory, otyłość, czy cukrzyca [2,4,5]. W 2009 roku etery tetra–BDE, penta–BDE, heksa–BDE oraz hepta–BDE zostały dopisane jako nowe Trwałe Zanieczyszczenia Organiczne Konwencji Sztokholmskiej i znajdują się w Załączniku A, co oznacza wyeliminowanie ich z przemysłu oraz dalszych zastosowań. Zakaz stosowania zaczął obowiązywać w 2010 roku [6].

QuEChERS II rys. 1

rys. 1. PBDE

 

            Sapozhnikova i in. [7] przeprowadzili analizę próbek ryb, celem oznaczenia zawartości wybranych kongenerów PBDE oraz dichlorodifenylotrichloroetanu (DDT) wraz z metabolitami: dichlorodifenylodichloroetylenu (DDE), dichlorodifenylodichloroetanu (DDD). Próbki analityczne stanowiły dwie tkanki rybne: kulbiniec kalifornijski (Genyonemus lineatus) o zawartości 4% tłuszczu oraz łosoś (gatunek nieznany) o zawartości od 5 do 10% tłuszczu. Próbki ryb homogenizowano z dodatkiem suchego lodu i przechowywano w temperaturze –18ᵒC. Sprawdzenie opracowanej metody dokonano na podstawie analizy Standardowego Materiału Referencyjnego (SRM 1947).

Odważono po 4 g homogenicznych próbek do probówek polipropylenowych pojemności 50 ml, tzw. „falkonów”, dodano 4 ml acetonitrylu i wytrząsano. Jako ślepą próbę zastosowano 4 ml wody dejonizowanej. Po ekstrakcji dodano 2 g mrówczanu amonu, celem rozdzielenia faz, wytrząsano i odwirowano. Etap ten stanowi ekstrakcję z zastosowaniem jednej soli, która spowodowała migrację analitów do fazy organicznej. Z ekstraktu pobrano 0,5 ml fazy organicznej przez filtr strzykawkowy i przeniesiono do czystej probówki zawierającej 75 mg bezwodnego MgSO4, 25 mg PSA, 25 mg C-18 oraz 25 mg sorbentu Z-Sep (etap d-SPE), wytrząsano i odwirowano. Zastosowany sorbent Z-Sep stanowi krzemionkę związaną z tlenkiem cyrkonu i służy usuwaniu dużej ilości tłuszczy. Oprócz możliwości nabycia samego sorbentu Z-Sep dostępne są dwa warianty komercyjne. Pierwszy (Z-Sep/C18) jest mechaniczną mieszaniną dwóch sorbentów: krzemionki modyfikowanej grupami oktadecylowymi i krzemionki związanej z tlenkiem cyrkonu. Drugi sorbent (Z-Sep+) na jednym podłożu jest modyfikowany zarówno grupami oktadecylowymi i tlenkiem cyrkon [8,9]. Etap d-SPE przeprowadzono za pomocą fiolek–filtrów będących komercyjnym produktem, którego innowacyjność polega na możliwości przesączenia ekstraktu przez filtr w dnie fiolki i następnie oczyszczeniu z zastosowaniem sorbentów znajdujących się wewnątrz fiolki [10], rys. 2 [11]. Autorzy [7] określili, że zastosowanie fiolek–filtrów oraz sorbentów umożliwiło usunięcie od 83% do 95% związków współekstrahujących, przy użyciu acetonitrylu. Inne przebadane rozpuszczalniki (octan etylu oraz heksan) wprowadzały większe ilości interferentów.

QuEChRS Cz II rys. 2

 

rys. 2. Fiolka-filtr

 

Oznaczenie przeprowadzono techniką łączoną GC–EI–MS/MS. Rozdzielenie analitów dokonano na kolumnie Rti–5ms (15 m × 0,53 mm × 1 μm) z następującym programem temperaturowym: 70ᵒC przez 1,5 minuty, przyrost 80ᵒC/min do temperatury 180ᵒC, przyrost 40ᵒC/min do 250ᵒC i następny 70ᵒC/min do 290ᵒC, w tej temperaturze 9,5 minut. Zastosowano jonizację strumieniem elektronów (EI). Potrójny kwadrupol (QqQ) był analizatorem mas w tandemowej spektrometrii. Temperatura linii przesyłowej (transferowej) wynosiła 280ᵒC, a temperatura źródła jonów 320ᵒC. Roztwory kalibracyjne sporządzono na bazie oczyszczonych ekstraktów z próbek niezawierających oznaczanych związków (ang. matrix–matched calibration). Krzywe kalibracyjne przygotowano dla BDE-28, BDE-47, BDE-99, BDE-100, BDE-153, BDE-154, BDE-183, o,p’-DDT, p,p’-DDT, p,p-DDD, o,p’-DDD, o,p’-DDE, p,p’-DDE.

Opracowana procedura analityczna pozwoliła na ilościowe oznaczenie kongenerów PBDE i DDT wraz z metabolitami (DDD, DDE) w próbkach ryb oraz SRM 1947. W tabeli 1 zestawiono uzyskane wyniki, ponadto dla SRM 1947 podano dokładność. Autorzy porównali uzyskane wyniki techniką GC–MS/MS z wynikami testu ELISA (test immunoenzymatyczny) dla dwu związków BDE-47 oraz p,p’-DDE. Porównanie wskazuje, że test ELISA może służyć do wstępnego określenia poziomu tych związków, a dokładne oznaczenie powinno się odbywać techniką GC-MS/MS.

 

Tabela 1. Wyniki oznaczeń PBDE i DDT w próbkach ryb [7]

Związek

Zawartość [ng/g]

Kulbiniec kalifornijski

Łosoś

SRM 1947

Dokładność [%]

p,p-DDD + o,p'-DDT

457 ± 63

1,64 ± 0,15

57,7

94

o,p'-DDD

26 ± 2

3,9

119

o,p'-DDE

1210 ± 110

2,9

87

p,p'-DDE

10200 ± 670

9,8 ± 1,1

753

105

p,p'-DDT

23 ± 2

57,5

97

BDE-28

1,9 ± 0,2

1,95

86

BDE-47

173 ± 8

1,9 ± 0,1

68,3

93

BDE-99

7,8 ± 0,9

14,5

76

BDE-100

34,7 ± 1,7

11,9

70

BDE-153

4,0 ± 0,6

3,8

100

BDE-154

6,5 ± 0,2

8,3

122

BDE-183

 

 

 

Oznaczanie hormonów i EDC

Związki egzogenne zaburzające gospodarkę hormonalną nazywane są związkami endokrynnie czynnymi – EDC (ang. endocrine disrupting compounds). Szkodliwe działanie ECD może być konsekwencją wiązania, zaburzenia transportu lub eliminacji naturalnych hormonów [12]. Skutkami narażenia na związki endokrynnie czynne są: zmniejszenie płodności oraz zaburzenia zachowania (zaburzenia neurobehawioralne). Ilościowe oznaczenie hormonów oraz ECD w tkankach biologicznych jest utrudnione ze względu na złożoność matrycy, szczególnie dużą zawartość tłuszczy, co wymaga zastosowania pracochłonnej i skomplikowanej procedury przygotowania próbek do analizy.

Ehling i in. [13] przeprowadzili walidację metody celem oznaczania siedemnastu hormonów weterynaryjnych, w tym: nandrolon, norgestymat, dietylstilbestrol, deksametazon, występujących w proszkowych produktach otrzymanych z mleku krowiego, potocznie nazywanych „mlekiem w proszku”. Badania mają duże znaczenie dla konsumentów, a szczególnie małych dzieci. Metoda została opracowana dla różnych matryc, m. in. mleka pełnego w proszku, beztłuszczowego mleka w proszku, koncentratu białka z mleka w proszku, koncentratu białka serwatki w proszku. Tabela 2 przedstawia udział procentowy białka, laktozy (głównego cukru), tłuszczu, pozostałej wody oraz związków nieorganicznych w proszkach otrzymanych z mleka oraz maślanki.

 

Tabela 2. Ogólny skład proszków otrzymanych z mleka i maślanki [14]

Składnik

Rodzaj proszku mlecznego

Mleko pełne

Mleko odtłuszczone

Maślanka

Białko [%]

26,0

36,0

34,0

Laktoza [%]

37,0

51,0

48,5

Tłuszcz [%]

27,0

0,8

5,0

Woda [%]

4,0

4,0

4,0

Związki nieorganiczne [%]

6,0

8,2

8,5

 

Do analizy odważano po 1 g proszkowych produktów mlecznych i rozpuszczono w 10 ml mieszaniny woda/metanol (obj. 90:10) zawierającej 1% kwas mrówkowy i wytrząsano. Dodatek mieszaniny wody z metanolem (zamiast samej wody) dawał lepsze efekty rozdzielenia faz na etapie wysalania, po uprzedniej ekstrakcji. Dodano 10 ml acetonitrylu i ponownie wytrząsano (ekstrakcja). Zawartość probówek przeniesiono do probówek o pojemności 50 ml, w których znajdował się zestaw soli ekstrakcyjnych 4 g bezwodnego MgSO4, 1 g NaCl, 1,5 g dwuwodnego cytrynianu sodu, 0,5 g półtorawodnego wodorocytrynianu sodu [15], wytrząsano i odwirowano. Pobrano (w zależności od próbki) od 8,5 ml do 10,5 ml i przeniesiono do czystej probówki. Ekstrakty zatężono do objętości 1 ml w strumieniu azotu w temperaturze 55ᵒC. Oczyszczono z zastosowaniem sorbentów: 150 mg bezwodnego MgSO4, 25 mg PSA oraz 25 mg C-18 [16]. Wytrząsano, odwirowano i przeniesiono od 0,5 ml do 0,7 ml oczyszczonego ekstraktu do probówek szklanych i zatężono do objętości 0,1 ml w strumieniu azotu.

Mleko pełne w proszku nie zawierające oznaczanych analitów poddano całej procedurze, a następnie dodano odpowiednie ilości analitów, aby otrzymać roztwory kalibracyjne na różnych poziomach stężeń (ang. matrix–matched calibration). Kontrole jakości dokonano w oparciu o hormony deuterowane. Oznaczenie ilościowe dokonano techniką UPLC–ESI–QqQ–MS/MS. Rozdzielnia analitów przeprowadzono na kolumnie Acquity Uplc Beh C18 (100 mm × 2,1 mm × 1,7 μm) termostatowanej w 60ᵒC. W elucji gradientowej użyto dwóch roztworów: 0,1% kwasu mrówkowego w wodzie oraz roztworu zawierającego 0,1% kwasu mrówkowego w metanolu. Hormony jonizowano poprzez elektrorozpylenie (ESI) w trybie jonów dodatnich (ESI+). Na podstawie monitorowania wielu reakcji fragmentacji – MRM (ang. multiple reaction monitoring) ustalono zawartości poszczególnych związków w próbkach; jedna reakcja fragmentacji służyła określeniu zawartości danego analitu, a druga reakcja fragmentacji – do potwierdzenia obecności danego związku. Autorzy publikacji [13] wskazują na możliwość wdrożenia opracowanej metody w rutynowych badaniach hormonów weterynaryjnych w proszkowych produktach pochodzących z mleka krowiego.

Pouech i in. [17] dokonali modyfikacji metody QuEChERS celem oznaczeń hormonów i związków EDC w jądrach szczurów. W ciągu dwóch tygodni dorosłe szczury laboratoryjne otrzymywały między innymi bisfenol A (rys. 3) oraz atrazynę (rys. 4), które należą do związków EDC. Po tym czasie uśmiercono je pentobarbitalem. Badaniom poddano również trzy dorosłe osobniki, które nie zostały wystawione na działanie tych związków. Zebrane jądra szczurów ujednorodniono (homogenizacja) i kondycjonowano w buforze fosforanowy sporządzonym w roztworze soli fizjologicznej – PBS (ang. phosphate–buffered saline): 1 μl buforu na 1 mg tkanki.

QuEChERS cz II rys. 3

rys. 3. Bisfenol A

 

QuiEChERS Cz II rys. 4

rys. 4. Atrazyna

 

Do ekstrakcji pobrano od 1 g do 3 g próbek do próbówek wirówkowych, dodano roztwory wzorcowe zawierające deuterowane związki i odwirowano. Dodano taką objętość acetonitrylu, aby jego stosunek do wody wynosił 2,6, a następnie 3 g mieszaniny soli ekstrakcyjnych o ogólnym składzie 4 g MgSO4, 1 g NaCl, 1 g dwuwodnego cytrynianu sodu i 0,5 g półtorawodnego wodorocytrynianu sodu. Użyte dwa zestawy sorbentów w etapie d-SPE; pierwszy o składzie: 150 mg MgSO4 i 25 mg PSA oraz drugi o składzie: 150 mg MgSO4, 25 mg PSA oraz 25 mg GCB sorbowały oznaczane anality. Z tego powodu oczyszczanie ekstraktu zastąpiono dodatkiem heksanu, do którego migrowały zanieczyszczenia niepolarne (kwasy tłuszczowe, tłuszcze i denaturowane białko, ze względu na większe powinowactwo do heksanu niż acetonitrylu). Pobrano 350 μl fazy acetonitrylowej do fiolki i odparowano w strumieniu gazu obojętnego, a następnie rozpuszczono w 105 μl mieszaniny wodna/acetonitryl (obj. 80:20) i dodano 13C-fenacetyny (wzorzec odzysku).

Przygotowane próbki poddano oznaczeniu techniką LC–ESI–QqQ–MS/MS. Objętość dozowanej próbki wynosiła 5 μl. Rozdzielenie chromatograficzne przeprowadzono na kolumnie Zorbax Eclipse Plus C18 (50 mm × 2,1 mm × 1,8 μm). Zastosowano elucję gradientową: jeden roztwór stanowił 0,01-mM octanu amonu w wodzie, drugi rozpuszczalnik stanowił acetonitryl, a szybkość przepływu 300 μl/min. W trybie dodatnim (ESI+) jonizowano atrazynę, testosteron (rys. 5) i 4–androsten-3,17–dion (rys. 6), natomiast bisfenol A w trybie ujemnym (ESI–). Jonizacja ESI+ jest mniej selektywna niż ESI– względem matrycy i wnosi więcej zanieczyszczeń. Odzysk związków znajdował się w granicy od 89% do 108%. W tabeli 3 znajdują się wyniki uzyskane podczas analizy jąder szczurów poddanych ekspozycji na atrazynę, bisfenol A oraz osobników nie poddanych ekspozycji na te związki (próbka 1, 2 i 3).

 

Tabela 3. Wyniki oznaczeń hormonów i EDC w jądrach szczurów [17]

Związek

Zawartość [ng/g]

Ekspozycja

na atrazynę

Ekspozycja

na bisfenol A

Próbka 1

Próbka 2

Próbka 3

Bisfenol A

<LOQ

83,2

Atrazyna

11,9

0,41

Testosteron

77,9

97,8

205

31

104

Androstenodion

9,88

7,5

40,9

5,49

17,8

 

 

QuEChERS cz II rys.6

rys. 5. Testosteron

QuEChERS cz II rys. 6

rys. 6. Androstendion

 

Oznaczanie mykotoksyn 

 

Mykotoksyny inaczej nazywane mikotoksynami są wtórnymi metabolitami grzybów o działaniu chorobotwórczym lub toksycznym. Z tego powodu istotne staje się kontrolowanie zawartość tej grupy związków chemicznych w żywności. Wykazano, że spożywanie produktów na bazie kukurydzy zawierającej fuzarynę C (rys. 7) powoduje częstsze występowanie nowotworów przełyku [18]. Ponadto, jest mutagenna ze względu na obecność ugrupowania epoksydowego w pierścieniu przy atomach węgla numer 13 i 14. Fuzaryna C pod wypływem promieniowania UV tworzy kilka stereoizomerów [19]. Fuzaryny nie posiadające ugrupowania epoksydowego nie wykazują działania mutagennego [20]. 

 

QuEChERS cz II rys. 7

rys. 7. Fuzaryna C

Kleigrewe i in. [21] oznaczyli zawartość fuzaryny C w kukurydzy i produktach spożywczych. Ziarna kukurydzy wysuszono poprzez liofilizację i zhomogenizowano. Odważono po 5 g próbki do probówek o pojemności 50 ml i dodano 5 ml wody oraz 15 ml acetonitrylu, wytrząsano. Kolejno dodano 4 g bezwodnego MgSO4 i 1 g NaCl, wytrząsano i odwirowano. Pobrano 5 ml warstwy acetonitrylowej i przeniesiono do mniejszej probówki, w której znajdowało się 750 mg MgSO4 oraz 125 mg PSA, następnie wytrząsano i odwirowano. Pobrano 3 ml oczyszczonego ekstraktu i odparowano do sucha. Suchą pozostałość rozpuszczono w 500 μl roztworu metanol/woda (obj. 50:50). Próbki pasz i żywności zostały przygotowane z modyfikacją polegającą na pobraniu 5 ml warstwy acetonitrylowej do etapu d–SPE i oczyszczeniu z wykorzystaniem 1,5 g MgSO4 oraz 250 mg PSA. Po tym etapie pobrano 2,8 ml i postępowano identycznie jak z próbkami kukurydzy.

Rozdzielenie chromatograficzne przeprowadzono za pomocą chromatografu cieczowego na kolumnie Zorbax Eclipse XDB-C18 (150 mm × 2,1 mm × 5 μm) termostatowanej w 40ᵒC.  W elucji izokratycznej zastosowano 55% udział mieszaniny metanolu z 5% dodatkiem tetrahydrofuranu oraz czystej wody, jako drugiego rozpuszczalnika. Objętość dozowanego oczyszczonego ekstraktu wynosiła 30 μl, a prędkość przepływu fazy ruchomej 300 μl/min. Detektorem była tandemowa spektrometria mas z potrójnym kwadrupolem, a techniką jonizacji ESI+. Identyfikacji dokonano w oparciu o MRM. Kalibrację przeprowadzono z uwzględnieniem efektów matrycowych (ang. matrix–matched calibration). Granica wykrywalności (LOD) opracowanej metody wynosiła 2 μg/kg, granica oznaczalności (LOQ) 7 μg/kg, a poziom odzysku 80%.

Spośród 25 próbek kłosów kukurydzy obecność fuzaryny C stwierdzono w 14 próbkach, najniższe stężenie wynosiło 14 μg/kg, a najwyższe 84 mg/kg (tabela 4). Metodę sprawdzono również dla mąki kukurydzianej i prażonej kukurydzy (ang. popcorn). W czterech próbkach mąki kukurydzianej stwierdzono obecność fuzaryny C poniżej granicy oznaczalności, a w jednej nie stwierdzono jej obecności. Trzy próbki z sześciu kukurydzy do prażenia zwierały 27 ± 2 μg/kg fuzaryny C, jedna poniżej LOQ, a dwie pozostałe – brak obecności oznaczanej mykotoksyny.

 

Tabela 4. Wyniki oznaczeń fuzaryny C w kukurydzy [21]

Nr próbki

Zawartość fuzaryny C [μg/kg]

1

84000 ± 600

2

12000 ± 0

3

1600 ± 0

4

1500 ± 100

5

691 ± 27

6

319 ± 13

7

368 ± 6

8

352 ± 13

9

256 ± 28

10

37 ± 2

11

31 ± 1

12

28 ± 3

13

21 ± 1

14

14 ± 2

15-22

< LOQ

23-25

nie wykryto

 

 

QuEChERS cz II rys. 8

rys. 8. Ochratoksyna A

 

 

QuEChERS cz II rys. 9

rys. 9. Fumonizyna B2

 

 

Nielsen i in. [22] zmodyfikowali metodę QuEChERS do oznaczania ochratoksyny A (rys. 8) oraz fumonizyny B2 (rys. 9) w różnych rodzajach kawy. Do analizy odważono po 5 g kawy zielonej lub kawy palonej oraz 2 g kawy rozpuszczalnej i dodano 40 ml mieszaniny acetonitrylu/wody/kwas mrówkowy (obj. 49:49:2). Ciecz znad osadu (około 30 ml) przeniesiono do nowej probówki i dodano 4 g bezwodnego MgSO4 oraz 1 g NaCl. Wytrząsano, odwirowano, przesączono i pobrano 1,9 ml do nowej probówki, dodano wzorce znaczone izotopami 13C20–ochratoksyna A, 13C34–fumonizyny B2 oraz 9 ml wody i odwirowano. Próbkę przeniesiono na kolumnę ekstrakcji do fazy stałej (SPE) wypełnioną sorbentem anionowowymiennym, który stanowił aminę czwartorzędową (Oasis Max, 200 mg x 60 μm). Mykotoksyny eluowano 3 ml acetonitrylu zawierającego 2% kwasu mrówkowego. Próbki odparowano do sucha w atmosferze azotu w temperaturze 50ᵒC i rozpuszczono w 400 μl mieszaniny acetonitryl/woda (obj. 50:50).

Oznaczenie przeprowadzono za pomocą UPLC–ESI–QqQ-MS/MS. Rozdzielenie analitów dokonano na kolumnie Poroshell Hexyl−Phenyl (100 mm × 2 mm × 2,6 μm), która była termostatowana w 40ᵒC. Zastosowano elucję gradientową z użyciem dwóch roztworów: wody zawierającej 20 mM kwasu mrówkowego oraz acetonitrylu z 20% dodatkiem izopropoanolu – elucja gradientowa. Szybkość przepływu fazy ruchomej 400 μl/min.

Podczas sporządzania roztworów kalibracyjnych (ang. matrix–matched calibration) badacze postąpili nieco inaczej. Do próbek kawy rozpuszczanej, zielonej oraz palonej dodano różne objętości roztworów oznaczanych mykotoksyn, przy czym jedna pozostała bez dodatku wzorców. Wzbogacone próbki przechowywano przez noc ze swobodnym dostępem powietrza, aby umożliwić odparowanie nadmiaru rozpuszczalnika. Następnego dnia wszystkie próbki poddano opisanej powyżej procedurze. W celu kontroli uzyskanych wyników zastosowano wzorce znaczone izotopami węgla 13C20–ochratoksyna A oraz 13C34–fumonizyna B2.

 Ochratoksyna A była obecna w około połowie próbek rzeczywistych, co prezentuje tabela 5. Fumonizyna B2 ulega rozkładowi podczas przetwarzania i z tego powodu nie stwierdzono jej obecności w próbkach kawy palonej i rozpuszczalnej, co ilustruje tabela 6.

 

Tabela 5. Wyniki oznaczeń ochratoksyny A w różnych rodzajach kawy [22] 

Próbka

Liczba próbek

Liczba próbek pozytywnych

Średnia zawartość

w próbkach pozytywnych [μg/kg]

Zawartość maksymalna [μg/kg]

Dopuszczalna zawartość
[μg/kg]

[23]

Kawa palona

57

26

2,3

21

5,0

Kawa zielona

18

7

1,7

2,8

5,0

Kawa rozpuszczalna

25

14

4,5

8,3

10,0

 

 

Tabela 6. Wyniki oznaczeń fumonizyny B2 w różnych rodzajach kawy [22] 

Próbka

Liczba próbek

Liczba próbek pozytywnych

Średnia zawartość w próbkach pozytywnych [μg/kg]

Zawartość maksymalna [μg/kg]

Kawa palona

57

0

nw

nw

Kawa zielona

18

8

25

134

Kawa rozpuszczalna

25

0

nw

nw

nw – nie wykryto

 

 

Podsumowanie

 

Przedstawiony powyżej przegląd modyfikacji metody QuEChERS stanowi zaledwie część spośród wszystkich opublikowanych w literaturze. Można wymienić między innymi oznaczanie osiemnastu antybiotyków weterynaryjnych w mleku techniką UPLC–ESI–QqQ-MS/MS [24], oznaczanie antybiotyków weterynaryjnych w mięsie drobiowym techniką LC-ESI-QqQ-MS/MS [25], oznaczanie trihalometanów w próbkach gleby za pomocą szybkiej chromatografii gazowej z mikrodetektorem wychwytu elektronów (FGC–μECD) [26] lub oznaczanie wielopierścieniowych węglowodorów aromatycznych w świeżych ziołach techniką GC-EI-MS z jonizacją strumieniem elektronów i pułapką jonową (IT) – analizatorem mas [27]. Tandemowy spektrometr mas jest najczęściej wykorzystywanym detektorem w metodzie QuEChERS. Umożliwia identyfikacje analitu na podstawie czasu retencji oraz widma mas, co stanowi ograniczenie wpływu matrycy w oznaczeniu ilościowym. Jest znaczenie tańszy niż wysokorozdzielczy spektrometr mas (HRMS) i z tego powodu znajduje zastosowanie w komercyjnych laboratoriach [28,29]. Nie ulega wątpliwości, że metoda jest znacznym uproszczeniem dla analityków i usprawnieniem pracy w laboratorium. Mniej manualnych czynności w takcie przygotowania próbki skutkuje również mniejszym błędem mogącym się pojawić podczas preparatyki.

Literatura

 

[1]      Anastassiades M., Lehotay S.J., Stajnbaher D., Schenck F.J., Fast and easy multiresidue method employing acetonitrile extraction/partitioning and "dispersive solid–phase extraction" for the determination of pesticide residues in produce, J. AOAC Int., 2003, 86: 412–431

[2]      Konstantinov A., Bejan D., Bunce N.J., Chittim B., McCrindle R., Potter D., Tashiro C., Electrolytic debromination of PBDEs in DE-83TM technical decabromodiphenyl ether, Chemosphere, 2008, 72: 1159–1162

[3]      Andersson Ö., Blomkvist G., Polybrominated aromatic pollutants found in fish in Sweden, Chemosphere, 1981, 10: 1051–1060

[4]      Birnbaum L.S., Staskal D.F., Brominated flame retardants: cause for concern? Environ. Health Perspect., 2004, 112: 9–12

[5]      Hwang H.M., Park E.K., Young T.M., Hammock B.D., Occurrence of endocrine-disrupting chemicals in indoor dust, Sci. Total Environ., 2008, 404: 26–35

[6]      The new POPs under the Stockholm Convention, chm.pops.int/TheConvention/ThePOPs/TheNewPOPs/tabid/2511/Default.aspx, dostęp 09.08.2015

[7]      Sapozhnikova Y., Simons T., Lehotay S.J., Evaluation of a Fast and Simple Sample Preparation Method for Polybrominated Diphenyl Ether (PBDE) Flame Retardants and Dichlorodiphenyltrichloroethane (DDT) Pesticides in Fish for Analysis by ELISA Compared with GC-MS/MS, J. Agric. Food Chem., 2015, 63: 4429−4434

[8]      Supel QuE (Dispersive SPE) for “QuEChERS” Method, Sigma-Aldrich, 2014

[9]      Analysis of Pesticides by QuEChERS - Application of Z-Sep Family of Sorbents for Cleanup, Sigma-Aldrich, 2012

[10]  Thomson Single StEP Filter Vials, www.restek.com/pdfs/GNTS1802A-UNV.pdf, dostęp 10.07.2015

[11]  Schnelle Online-Probenfiltration in der UHPLC, www.laborpraxis.vogel.de/meldungsarchiv/articles/291414/, dostęp 20.07.2015

[12]  Chang H.S., Choo K.H., Lee B., Choi S.J., The methods of identification, analysis, and removal of endocrine disrupting compounds (EDCs) in water, J. Hazard. Mater., 2009, 172: 1-12

[13]  Ehling S., Reddy T.M., Liquid chromatography-mass spectrometry method for the quantitative determination of residues of selected veterinary hormones in powdered ingredients derived from bovine milk, J. Agric. Food Chem., 2013, 61:11782-11791

[14]  Karen S., Dried Dairy Ingredients, Wisconsin Center for Dairy Research, 2008

[15]  QuEChERS Dispersive Solid Phase Extraction, www.waters.com/waters/partDetail.htm?partNumber=186004837, dostęp 10.08.2015

[16]  DisQuE QuEChERS sample preparation products and kits, Waters Corporation, 2015

[17]  Pouech C., Tournier M., Quignot N., Kiss A., Wiest L., Lafay F., Flament-Waton M.M., Lemazurier E., Cren-Olivé C., Multi-residue analysis of free and conjugated hormones and endocrine disruptors in rat testis by QuEChERS-based extraction and LC-MS/MS, Anal. Bioanal. Chem., 2012, 402: 2777-2788

[18]  Cheng S.J., Jiang Y.Z., Li M.H., Lo H.Z., A mutagenic metabolite produced by Fusarium moniliforme isolated from Linxian county, China, Carcinogenesis, 1985, 6: 903–905

[19]  Gelderblom W.C.A., Thiel P.G., van der Merwe K.J., Marasas W.F.O., Spies H.S.C., A mutagen produced by Fusarium moniliforme, Toxicon., 1983, 21: 467–473

[20]  Gelderblom W.C.A., The chemical and biological properties of Fusarin C, a secondary mutagenic metabolite produced by Fusarium moniliforme Sheldon, rozprawa doktorska, Uniwersytet Stellenbosch, 1986

[21]  Kleigrewe K., Söhnel A.C., Humpf H.U., A new high–performance liquid chromatography–tandem mass spectrometry method based on dispersive solid phase extraction for the determination of the mycotoxin fusarin C in corn ears and processed corn samples, J. Agric. Food Chem., 2011, 59: 10470–10476

[22]  Nielsen K.F., Ngemela A.F., Jensen L.B., de Medeiros L.S., Rasmussen P.H., UHPLC-MS/MS determination of ochratoxin A and fumonisins in coffee using QuEChERS extraction combined with mixed-mode SPE purification, J. Agric. Food Chem., 2015, 63: 1029-1034

[23]  Rozporządzenie Komisji nr 1881/2006 z dnia 19 grudnia 2006 r. ustalające najwyższe dopuszczalne poziomy niektórych zanieczyszczeń w środkach spożywczych

[24]  Aguilera-Luiz M.M., Vidal J.L., Romero-González R., Frenich A.G., Multi–residue determination of veterinary drugs in milk by ultra-high-pressure liquid chromatography–tandem mass spectrometry, J. Chromatogr. A., 2008, 1205: 10-16

[25]  Stubbings G., Bigwood T., The development and validation of a multiclass liquid chromatography tandem mass spectrometry (LC-MS/MS) procedure for the determination of veterinary drug residues in animal tissue using a QuEChERS (QUick, Easy, CHeap, Effective, Rugged and Safe) approach, Anal. Chim. Acta, 2009, 637: 68-78

[26]  Herrero Martín S., García Pinto C., Pérez Pavón J.L., Moreno Cordero B., Determination of trihalomethanes in soil matrices by simplified quick, easy, cheap, effective, rugged and safe extraction and fast gas chromatography with electron capture detection, J. Chromatogr. A, 2010, 1217: 4883–4889

[27]  Sadowska-Rociek A., Surma M., Cieślik E., Application of QuEChERS Method for Simultaneous Determination of Pesticide Residues and PAHs in Fresh Herbs, Bull. Environ. Contam. Toxicol., 2013, 90: 508–513

[28]  Eitzer B.D., Hammack W., Filigenzi M., Interlaboratory comparison of a general method to screen foods for pesticides using QuEChERs extraction with high performance liquid chromatography and high resolution mass spectrometry,  J. Agric. Food Chem., 2014, 62: 80-87

[29]  Grochowalski A., Badania nad oznaczaniem polichlorowanych dibenzodioksyn, dibenzofuranów i bifenyli, Zeszyty Naukowe Politechniki Krakowskiej, Monografia 272, Kraków, 2000

 

*mgr inż. Leszek Ruchomski; leszekruchomski@gmail.com